具体取材要求：

  （1）位置：肝、肺、脾等无需定位组织取1mm³组织，3-5块；需要定位组织如骨骼肌、肾、肠、血管、胰岛等组织取材大小为0.5mm×1mm×3mm左右的长条状，且保证观察结构在组织块中。

 （2）操作：试剂、容器、器械提前4℃预冷；组织离体后，1min内浸入戊二醛固定液。取材时，可提前准备一个载玻片（硬卡纸），滴几滴戊二醛固定液，把标本浸在液滴中修整至合适大小（时间可稍长），用牙签挑出3～5粒标本，放入1.5ml尖头EP管。将修整好的标本块放入戊二醛固定液后，普通4℃冰箱保存。

    （二）细胞取材流程及要求

 对于细胞、细菌样本取材，取好后需放入1.5ml离心管中（尖底），黄豆大或者绿豆大，根据细胞培养类型不同，取材方式不同：

  1、悬浮细胞：轻微并短暂离心培养液后收集细胞，加入新鲜缓冲液，低温1000rpm/min（离心力不可过大，离心时间不可过长，避免机械挤压导致细胞变形，也可根据具体情况调整）离心5min，弃上清。滴加新鲜缓冲液重悬几分钟，低温1000rpm/min，离心5min，青弃上清，重复2遍。样品加入新鲜的2.5%戊二醛固定液后重悬，4℃固定过夜。

   收集细胞要肉眼可见细胞沉淀有绿豆大小，弃培养基后加电镜固定液4度避光固定24h，4°冰袋运输，在保存和运输过程中固定液切勿冷冻结冰。敏感的细胞直接固定，不洗。

  2、贴壁细胞：采用轻吹，刮刀；若用胰酶消化0.5min后立即加入血清终止（贴壁牢的肿瘤细胞，可以消化+刮刀），置于尖底1.5mL离心管中，滴加1小滴固定液立即混匀（勿使液体凝固），低温1000rpm/min离心5-10min，弃上清（不清洗）。收集绿豆大小的细胞沉淀置于尖底1.5mL离心管中。沿管壁小心加满4℃预冷新鲜的2.5%戊二醛固定液（固定液加满离心管，使样品完全浸没在固定液中，建议加完固定液之后重悬下，让样本与固定液充分接触），放置于4°C固定12h后，用泡沫盒加冰袋低温保存运输，注意：样本管与冰袋隔开，固定液切勿冷冻结冰。 

  3、细菌：吸取OD0.5-0.8的培养物，离心后弃培养基，收集菌体沉淀于管底绿豆大小，可以用PBS洗1-2次，弃掉上清液，沿管壁缓慢加入4℃预冷的固定液（固定液加满离心管，使样品完全浸没在固定液中），放置于4°C固定12h后，用泡沫盒加冰袋低温保存运输，注意：样本管与冰袋隔开，固定液切勿冷冻结冰。 

  4、固体培养

从培养基上刮取细胞群落，加入新鲜缓冲液，低温1000rpm/min离心5min后，弃上清。滴加新鲜缓冲液重悬15min，低温1000rpm/min离心5min，弃上清，重复2遍。样品加入戊二醛固定液后重悬，4℃固定过夜。

  注意事项：

（1）细胞数量充足（10cm皿长满），离心后在EP管中黄豆大小；

（2）缓冲液、戊二醛固定液等PH值7.3-7.4，4℃提前预冷；

（3）贴壁细胞连着培养基用细胞刮斜着快速刮下，不要反复来回刮；

（4）细胞悬液转入离心管，1000-3000rpm离心成团，弃上清，加PBS，将细胞转入1.5mL尖头EP管，再次离心后弃上清。再加PBS重复上述步骤，最后加2.5%戊二醛固定，4℃保存。操作轻柔，固定液加满离心管，使样品完全浸没在固定液中，建议加完固定液之后重悬下，让样本与固定液充分接触。(转速及时间请结合细胞情况，尽量低转速、短时间，以细胞离心成团为准！（PBS 清洗时间过长，易造成细胞损伤)；

  （三）植物组织取材及要求

    取材流程：PBS冲洗样品，确保无泥沙等污染物。然后用锋利刀片或剪刀将样品切成合适大小，装入预冷的植物及细菌电镜专用2.5%戊二醛中。不需要定位的样品切成1立方毫米大小（如叶片、果实、花粉等），需要定位的样品，切成1mm×3mm×0.5mm的长条状（茎、根、表皮等）随后抽气，让组织能沉淀到管底。

注意事项：植物细胞的细胞壁和液泡会阻碍固定液迅速渗入。植物材料内部存有的空气，往往使材料漂浮于固定液面之上，由此影响到植物组织的固定效果。组织放入戊二醛固定液后，可用真空泵或者50ml的注射器抽出组织内部的气体或者用滤纸压住叶片，使材料沉入固定液中。简易抽气方法：将植物组织同固定液一起倒入注射器，用乳胶手套食指堵住注射器出口，右手拉动针栓，将注射器口垂直向上，松开食指，右手轻推针栓使液面上的气泡从注射器口排出，反复多次，直至组织沉入固定液。

友情提示：由于样本的复杂性，上述为通用建议，请您根据样品情况酌情选择合适的处理方式。